Obtención y caracterización de Nanofibrillas de Quitina extraída por métodos biológicos y su Desacetilación a Quitosano Public Deposited
La quitina y el quitosano (obtenido por la desacetilación de la quitina), son biopolímero s extraídos de desperdicios de crustáceos que cuentan con distintas aplicaciones, como médicas y farmacéuticas, entre otras. La quitina se extrae comúnmente mediante el uso de químicos para eliminar los minerales y proteínas que se encuentran embebidos en la matriz de quitina, lo que genera residuos contaminantes, evita la obtención de otros productos de valor agregado y afecta las características del biopolímero; por lo que actualmente la investigación del uso de métodos biológicos para su extracción se ha tomado importancia. En este trabajo, se compararon dos métodos de obtención biológica de quitina a partir de desperdicios de camarón: 1) Mediante desproteinización enzimática utilizando la enzima comercial Deterzyme® y 2) Mediante la inoculación sucesiva de una bacteria láctica ( Lactobacillus brevis) y un hongo proteolítico (Rhizopus oligosporus). El último método (L/R 10 7) present ó 96 .91 % de desproteinización, porcentaje mayo r que el obtenido mediante desproteinización enzimática (79.44%). La quitina proveniente del proceso mediante inoculación de microorganismos presentó un peso molecular de 4 ,273 kDa; mientras que con el uso de Deterzyme® fue de 1,338 kDa. La cristalinidad relativa del método mediante cultivo de microorganismos fue igualmente alta ( 89.7% ). Por lo anterior se repitió e ste último método (L/R 10 7), procesando 8 kg de desperdicios que generaron 647 g de quitina, los cuales se utiliza ron para obtener nanofibrillas y quitosano. Las suspensiones de nanofibrillas de quitina se obtuvieron usando la quitina obtenida del lote mayor del cultivo L/R 10 7 (LR), así como quitina procedente de un proceso de fermentación con L. brevis como único microorganismo (L) y de extracci ón química (muestra comercial) con un equipo micronizador mediante agua a alta presión (Star Burst Mini ), permaneciendo estables como suspensiones de nanofibras hasta por 4 meses después de la fibrilación. La viscosidad y transmitancia de las muestras de q uitina de los métodos L y LR aumentaron hasta los 3 0 pases por el sistema a alta presión, d espués de lo cual la viscosidad disminuyó y la transmitancia se mantuvo constante, indicando la completa fibrilación de la quitina. Sin embargo, la transmitancia (50 %) de las suspensiones de quitina procedentes de muestras biológicas (L y LR) fue menor comparado con las suspensiones de nanofibras de quitina comercial (70%) de bido a los pigmentos residuales. P or lo anterior se blanquearon utilizando hipoclorito de sodio, lo que aumentó la transmitancia de las suspensiones de nanofibras (72%) y facilit ó la fibrilación de las quitinas, siendo necesarios sólo 10 pases a través del equipo Star Burst para obtener nanofibrillas de quitina. Este r esultado coincid ió con microgr afías por Microscopia Electrónica de Barrido, las cuales mostraron el proceso de fibrilación a través de los pases, hasta completarla a los 10 pases. Se elaboraron películas a partir de las suspensiones de nanofibras, realizando un tratamiento de sonicación para aumentar la transmitancia, obteniendo que a pesar de que el blanqueado y la sonicación aumentaron el porcentaje de transmitancia, esta permaneció por debajo de 22 %, porcentaje menor del obtenido con nanofibrillas de quitina extraída químicamente (co mercial), que fue de 80 % . L a fuerza de tensión de las películas de nanofibras de quitina L y LR fue de 58 MPa, resultado cercano a los 65 MPa reportados para las películas de nanofibras de quitina comercial. El módulo de Young de las películas de quitinas extraídas biológicamente fue de 5,000 MPa, superior a los 2,800 MPa reportados igualmente para películas de nanofibras de quitina comercial, por lo que el uso de quitina extraída biológicamente aumenta el módulo elástico de las películas elaboradas de nano fibras de quitina. El quitosano se obtuv o por desacetilación heterogénea de la quitina extraída biológicamente mediante e n el lote de 8 kg de desperdicios, utilizando NaOH al 50% a 100° C. El quitosano presentó grado de acetilación de 71.87%, peso molecular de 325 KDa ( correspondiente a quitosa no de alto peso molecular) y c ristalinidad relativa de 87.70%. La cristalinidad obtenida fue similar a la cristalinidad correspondiente a la quitina; por lo que el alto peso molecular de la quitina procediente del lote mayor usada para obtener quitosano permite obtener un quitosano igualmente con alto peso molecular y cristalinidad. La quitina extraída mediante la inoculación sucesiva de Lactobacillus brevis y Rhizopus oligosporus (L/R 10 7 ) presenta mejores característi cas que la quitina extraída químicamente (comercial), resultando en mayor módulo elástico de las películas de nanofibrillas además de permitir la obtención de quitosano de alto peso molecular. Las características anteriores son ejemplo de las ventajas al utilizar alternativas biológicas para obtención de la quitina de desperdicios de camarón.
Chitin and chitosan, obtained by chitin deacetylation, are biopolymers extracted from crustacean wastes and presents many applications, such as medical and pharmaceutical, among others. Chitin is commonly extracted with the use of chemicals to remove minerals and protein which are embedded with in the chitin matrix, g enerating polluting waste, impair ing by - products recovery and affec ting biopolymer properties ; t herefore, the current investigation focuses on biological extraction methods. The present work compared two biological chitin extraction methods from shrimp wastes: 1) E nzymatic deproteinization by commercial enzyme Deterzyme® and 2) By successive inocu lation of a lactic acid bacteria ( Lactobacillus brevis ) and a proteolytic fungus ( Rhizopus oligosporus ) on shrimp wastes. The latter method showed deproteinization of 96.91%, higher value than the one resulting from enzymatic deproteinization (79.44%). Chi tin from successive inoculation method showed molecular weight of 4 , 273 kD a, meanwhile Deteryme® method showed lower molecular weight of 1,338 kDa. R elative crystallinity of chitin from microorganisms inoculation method was also high, showing 89.7%. Th us, fermentation method (L/R 10 7 ) was tested on 8 kg of shrimp wastes, resulting in 647 g of total purified chitin that was divided and used for nanofibers and chitosan obtaining. C hitin nanofibers were obtained by using chitin from the highest batch (LR), al so a chitin sample from a lactic acid fermentation process only with L. brevis (L) , and chemically extracted chitin (commercial sample) treating them with a high - pressure water jet system (Star Burst Mini), remaining stable after fibrillation up to 4 month s as nanofiber suspensions. V iscosity and transmittance of chitin samples L and LR increased until 30 passes through Star Burst, after that viscosity decreased and transmittance remained constant, indicating chitin fully fibrillation. However, the transmit tance (50%) of biological chitin nanofiber suspensions (L and LR) was lower compared with samples from commercial chitin nanofibers suspensions (70%) due to residual pigments . Therefore, samples were discolorated with sodium hypoclorite , increasing nanofib er suspensions transmittance (72%) accomplishing chitin fibrillation with only 10 passes through Star Burst for chitin nanofiber obtaining. Scanning Electron Microscopy confirmed the result, showing fibrillation process through Star Burst passes until 10 p asses. Nanofibers sheets were elaborated from regular nanofiber suspensions and later they were sonicated to increase nanofiber sheets transmittance, which despite of showing an increment, it remained below 22%, lower percentage than the 80% obtained from chemically extracted chitin (commercial). T he tensile strength of sheets from L and LR chitin nanofibers was 58 MPa, being close to the 65 MPa previously reported for commercial chitin nanofibers sheets . Young 's modulus of sheets from biologically extracte d chitin was 5,000 MPa, higher than the 2 , 800 MPa reported for commercial chitin nanofibers sheets; hence, fibrillation of biologically extracted chitin increase sheets elastic modulus. C hitosan was obtained by heterogeneous deacetylation from largest batc h of the L/R 10 7 cult ure using with 50% NaOH at 100°C. Chitosan showed an acetylation degre e of 71.87%, molecular weight of 325 kDa (corresponding to high molecular weight chitosan ) and relative crystallinity of 87.70% . Resulting chitosan crystallinity was similar to chitin crystallinity; therefore, the use of high molecular weight chitin for chitosan production resulted in crystalline and high molecular weight chitosan. C hitin extracted through successive inoculation of Lactobacillus brevis and Rhizopus ol igosporus (L/R 10 7 ) improved chitin characteristics compared with chemically extracted chitin (commercial), also increasing nanofibers sheets elastic modulus and allowing high molecular weight chitosan. These characteristics are an example of the advantage s from the use of biological alternatives for chitin obtaining from shrimp wastes.
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